ФОТОСИНТЕТИЧНА АКТИВНІСТЬ БРІОФІТІВ В УМОВАХ ЗАСОЛЕННЯ НА ТЕРИТОРІЇ ХВОСТОСХОВИЩА СТЕБНИЦЬКОГО ГХП “ПОЛІМІНЕРАЛ”
Анотація
Головним стресовим чинником, що гальмує процеси формування фітоценозів на хвостосховищах Стебницького гірничо-хімічного підприємства «Полімінерал», є засолення субстрату. Досліджували вплив засолення на стан фотосинтетичного апарату й інтенсивність фотосинтезу у мохів Вarbula unquiculata Hedw., Didymodon tophaceus (Brid.) Lisa i Brachythecium campestre (Müll. Hal.) Schimp. із території хвостосховища, де бріофіти є важливими компонентами первинних рослинних угруповань на субстратах із високим ступенем засолення.
Первинною ланкою у процесі фотосинтезу є кількісний і якісний склад пігментного апарату, який визначає інтенсивність фотосинтезу. Вплив засолення на фотосинтетичний апарат мохів проявлявся у зміні компонентного складу пігментів і ступеня їхньої агрегації з ліпопротеїдами тилакоїдних мембран і, крім цього, залежав від рівня чутливості видів. У видів Вarbula unquiculata і Didymodon tophaceus, що ростуть в умовах сильного засолення, зафіксовано підвищення вмісту каротиноїдів, хлорофілу b (що є компенсаторною реакцією на пригнічення синтезу хлорофілу а), а також збільшення міцності зв’язку хлорофілів у хлорофіл-білкових комплексах мембран тилакоїдів.
Експериментально досліджено особливості структурної організації апарату фотосинтезу Вarbula unquiculata в умовах сольового стресу (розміщення хлоропластів у клітинах, зміна їхньої кількості, розмірів і форми), які свідчать про негативний вплив засолення на рослини. Показано, що засолення індукує підвищення гідролітичної активності хлорофілази у хлоропластах мохів, яку можна трактувати як діагностичну ознаку для оцінки ступеня солетолерантності рослин. В умовах засолення інтенсивність перебігу процесу фотосинтезу визначається видовою специфічністю мохів і залежить від концентрації солей у ґрунтовому розчині.
Ключові слова
Повний текст:
PDFПосилання
Bazylevych N. Y., Pankova E. Y. Uchet zasolennykh pochv. Metodycheskye rekomendatsyy po melyoratsyy solontsov y uchetu zasolennykh pochv. M.: Kolos, 1970. S. 80–112.
HOST 26424-85. Pochvy. Metod opredelenyia yonov karbonata y bykarbonata v vodnoi vytiazhke. Vveden 1986-01-01. M.: Yzd-vo standartov, 1985. 5 s.
HOST 26425-85. Pochvy. Metody opredelenyia yona khloryda v vodnoi vytiazhke. Vveden 1986-01-01. M.: Yzd-vo standartov, 1985. 9 s.
HOST 26426-85. Pochvy. Metody opredelenyia yona sulfata v vodnoi vytiazhke. Vveden 1986-01-01. M.: Yzd-vo standartov, 1985. 8 s.
HOST 26428-85. Pochvy. Metody opredelenyia kaltsyia y mahnyia v vodnoi vytiazhke. Vveden 1986-01-01. M.: Yzd-vo standartov, 1985. 8 s.
Kyiak N. Ia. Osoblyvosti fiziolohichnykh pokaznykiv vodnoho rezhymu u briofitiv iz riznoiu tolerantnistiu do defitsytu volohy // Visn. Lviv. un-tu. Ser. biol. 2015. Vyp. 70. S. 245–255.
Kyiak N. Ia., Baik O. L., Kit N. A. Morfo-fiziolohichna adaptatsiia briofitiv do ekolohichnykh faktoriv na devastovanykh terytoriiakh vydobutku sirky // ScienceRise: Biological Science. 2017. Vyp. 5 (8). S. 33–38. doi: 10.15587/2519-8025.2017.113540. https://doi.org/10.15587/2519-8025.2017.113540
Kyiak N. Ia., Buno L. V. Mekhanizmy prystosuvannia briofitiv do solovoho stresu na terytorii khvostoskhovyshcha Stebnytskoho HKhP "Polimineral" // Visn. Lviv. un-tu. Ser. biol. 2017. Vyp. 76. S. 87–96.
Nikolaichuk V. I., Belchhazi V. I., Bilyk P. P. Spetspraktykum z fiziolohii i biokhimii roslyn. Uzhhorod, 2000. 210 s.
Plokhynskyi N. A. Byometryia: ucheb. posobye. M.: Yzd-vo MHU, 1970. 367 s.
Acosta-Motos J. R., Ortu-o M. F., Bernal-Vicente A. et al. Plant responses to salt stress: adaptive mechanisms // Agronomy. 2017. Vol. 7. No 18. P. 2–38. doi:10.3390/agronomy7010018. https://doi.org/10.3390/agronomy7010018
Alvarez S., Sanchez-Blanco M. J. Long-term effect of salinity on plant quality, water relations, photosynthetic parameters and ion distribution in Callistemon citrinus // Plant Biol. 2014. Vol. 16. P. 757–764. https://doi.org/10.1111/plb.12106
Aro E.-M. Polypeptide patterns of the thylakoid membranes of bryophytes // Plant Sci. Lett. 1982a. Vol. 24. P. 335–345. https://doi.org/10.1016/0304-4211(82)90030-X
Ashraf M., Harris J. C. Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants // Plant Sci. 2004. Vol. 166. P. 3–16. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2003.10.024
Bates J. W., Wibbelmann M. H., Proctor M. C. F. Salinity responses of halophytic bryophytes determined by chlorophyll fluorometry // J. Bryol. 2009. Vol. 31. P. 11–19. https://doi.org/10.1179/174328208X380365
Cirillo C., Rouphael Y., Caputo R.et al. Effects of high salinity and the exogenous of an osmolyte on growth, photosynthesis and mineral composition in two ornamental shrubs // J. Hortic. Sci. Biotechnol. 2016. Vol. 91. P. 14–22. https://doi.org/10.1080/14620316.2015.1110988
Csintalan Z., Tuba Z., Takacs Z., Laitat E. Responses of nine bryophyte and one lichen species from different micorhabitats to elevated UV-B radiation // Photosynthetica. 2001. Vol. 39. P. 317–320. https://doi.org/10.1023/A:1013717628481
Duarte B., Santos D., Marques J. C., Cazador I. Ecophysiological adaptations of two halophytes to salt stress: Photosynthesis, PS II photochemistry and anti-oxidant feedback. Implications for resilience in climate change // Plant Physiol. Biochem. 2013. Vol. 67. P. 178–188. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2013.03.004
Flowers T. J., Colmer T. D. Plant salt tolerance: Adaptations in halophytes // Ann. Bot. 2015. Vol. 115. P. 327–331. https://doi.org/10.1093/aob/mcu267
Fujita Y., Takahashi Y., Kohchi T., Ozeki H. Identification of a novel nifH-like (frxC) protein in chloroplasts of the liverwort Marchantia polymorpha // Plant Molec. Biol. 1989. Vol. 13. P. 551–561. https://doi.org/10.1007/BF00027315
Garbary D. J., Miller A. G., Scrosati R., Kim K., Schofield W. B. Distribution and salinity tolerance of intertidal mosses from Nova Scotia // The Bryologist. 2008. N 111. R. 282–291.
Glime J. M. (2007 onwards). Bryophyte Ecology. Vol. 1. Physiological Ecology. E-book sponsored by Michigan Technological University and the International Association of Bryologists. http://www.bryoecol.mtu.edu/ (15.08.2015).
Hernandez J. A., Almansa M. S. Short-term effects of salt stress on antioxidant systems and leaf water relations of pea plants // Physiol. Plant. 2002. Vol. 115. P. 251–257. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2002.1150211.x
Luo J., Huang C., Peng F. et al. Effect of salt stress on photosynthesis and related physiological characteristics of Lycium ruthenicum Murr. // Acta Agriculturae Scandinavica, Section B – Soil & Plant Science. 2017. Vol. 67. N 8. P. 680–692. https://doi.org/10.1080/09064710.2017.1326521
Munns R., Tester M. Mechanisms of salinity tolerance // Ann. Rev. Plant Biol. 2008. Vol. 59. P. 651–681. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.59.032607.092911
Parida A. K., Das A. B. Salt tolerance and salinity effects on plants: A review // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2005. Vol. 60. P. 324–349. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2004.06.010
Peng C. A., Oliver M. J., Wood A. J. Is the rehydrin TrDr3 from Tortula ruralis associated with tolerance to cold, salinity and reduced pH? Physiological evaluation of the TrDr3-orthologue, HdeD from Escherichia coli in response to abiotic stress // Plant Biol. 2005. Vol. 7. P. 315–320. https://doi.org/10.1055/s-2005-865653
Sabovljević M., Sabovljević A. Contribution to the coastal bryophytes of the Northern Mediterranean: Are there halophytes among bryophytes? // Phytologia Balcanica. 2007. Vol. 13. N 2. R. 131–135.
Sade N., Umnajkitikorn K., Wilhelmi M. et al. Delaying chloroplast turnover increases water-deficit stress tolerance through the enhancement of nitrogen assimilation in rice // J. Exp. Bot. 2018. Vol. 69. N 4. P. 867–878. https://doi.org/10.1093/jxb/erx247
Stepien P., Johnson G.N. Contrasting responses of photosynthesis to salt stress in the glycophyte Arabidopsis and the halophyte Thellungiella: Role of the plastid terminal oxidase as an alternative electron sink // Plant Physiol. 2009. Vol. 149. P. 1154–1165. https://doi.org/10.1104/pp.108.132407
Tang X., Mu X., Shao H. et al. Global plant-responding mechanisms to salt stress: Physiological and molecular levels and implications in biotechnology // Crit. Rev. Biotechnol. 2015. Vol. 35. P. 425–437. https://doi.org/10.3109/07388551.2014.889080
Trebish T., Goldschmidt E. E., Riov J. Ethylene induces de novo synthesis of chlorophyllase, a chlorophyll degrading enzyme in Citrus fruit peel // Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 1993. No 90. P. 9441–9445.
Tuba Z. Photosynthetic pigment responses in Tortula ruralis during daily desiccation // Abstr. Bot. 1985. Vol. 9, No 2. P. 231–239.
Wu Y., Zhao X., Li P. et al. A study on the activities of carbonic anhydrase of two species of bryophytes, Tortula sinensis (Mull. Hal.) Broth. and Barbula convoluta Hedw. // Cryptogamie, Bryologie. 2006. Vol. 27. P. 349–355.
DOI: http://dx.doi.org/10.30970/vlubs.2018.79.20
Посилання
- Поки немає зовнішніх посилань.
