Вплив гострої алкогольної інтоксикації на дихання та дегідрогеназну активність панкреатичних ацинусів щурів
Анотація
Екзокринна функція клітин ацинусів підшлункової залози є енергозалежним процесом. Клітині постійно необхідно підтримувати стабільний рівень АТФ, балансуючи між станами активації та спокою. Низький рівень енергетичного забезпечення є одним із потенційних механізмів, які сприяють розвиткові захворювань підшлункової залози. Найпоширенішим захворюванням підшлункової залози є гострий панкреатит. Відомо, що надмірне споживання алкоголю є чинником розвитку панкреатиту. Патогенез цього захворювання пов’язують із порушенням клітинної енергетики, проте механізм дії етанолу на мітохондрії ацинарних клітин підшлункової залози залишається недостатньо вивченим. Це дослідження мало на меті оцінити вплив одноразового введення алкоголю на функціонування мітохондрій ацинарних клітин підшлункової залози щурів.
Щурам лінії Wistar перорально вводили алкоголь (6 г/кг маси тварини) одноразово за 3 год до проведення експерименту. Панкреатичні ацинуси ізолювали за допомогою колагенази. Дихання ізольованих панкреатичних ацинусів досліджували з використанням електроду Кларка. Максимальну швидкість дихання оцінювали, використовуючи різні концентрації протонофору FCCP (0,5–2 мкМ) у середовищі, що містило глюкозу в комбінації з іншими окислювальними субстратами (піруватом і глутаміном, монометилсукцинатом або диметил-α-кетоглутаратом). Активність дегідрогенази вимірювали колориметричним методом.
Введення алкоголю (3 год) щурам спричинило статистично достовірне зростання активності піруватдегідрогенази. Було підтверджено, що FCCP призвів до збільшення швидкості дихання ацинарних клітин підшлункової залози в кожній експериментальній групі. Додавання 1,5 мкМ FCCP знизило швидкість дихання панкреатичних ацинусів під час окиснення глюкози та монометилсукцинату або диметил-α-кетоглутарату, але не під час окиснення субстратів глюкози, пірувату і глутаміну. Введення етанолу не вплинуло на базальну та максимальну швидкість дихання ізольованих ацинусів підшлункової залози. Отримані дані узгоджуються з результатами інших досліджень. Очевидно, що впливу тільки лиш алкоголю недостатньо, щоби спричинити мітохондріальне пошкодження ацинарних клітин підшлункової залози.
Отже, одноразове введення алкоголю щурам не спричинило мітохондріальної дисфункції в ацинарних клітинах підшлункової залози щурів, проте достовірно підвищувало активність піруватдегідрогенази.
Ключові слова
Повний текст:
PDFПосилання
Biczo G., Vegh E., Shalbueva N. Mitochondrial dysfunction, through impaired autophagy, leads to endoplasmic reticulum stress, deregulated lipid metabolism, and pancreatitis in animal models // Gastroenterology. 2018. Vol. 154. P. 689–703.
Borucki K., Dierkes J., Wartberg J. et al. In heavy drinkers, fatty acid ethyl esters remain elevated for up to 99 hours // Alcohol. Clin. Exp. Res. 2007. Vol. 31. P. 423–427.
Published online 2004 Jul 9. doi: 10.1073/pnas.0403431101
Criddle D., Raraty M., Neoptolemos J. et al. Ethanol toxicity in pancreatic acinar cells: Mediation by nonoxidative fatty acid metabolites // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101. N 29. P. 10738–10743.
Criddle D., Murphy J., Fistetto G. et al. Fatty acid ethyl esters cause pancreatic calcium toxicity via inositol trisphosphate receptors and loss of ATP synthesis // Gastroenterol. 2006. Vol. 130. P. 781–793.
Criddle D. The role of fat and alcohol in acute pancreatitis: A dangerous liaison // Pancreatology. 2015. Vol. 15. N 4. P. 6–12.
Fernández-Sánchez M, Castillo-Vaquero A, Ginés M. Salido G.M., González A. Ethanol exerts dual effects on calcium homeostasis in CCK-8-stimulated mouse pancreatic acinar cells // BMC Cell Biol. 2009. Vol. 10. P. 77.
González A., Núñez A., Granados M. et al. Ethanol impairs CCK-8-evoked amylase secretion through Ca2+-mediated ROS generation in mouse pancreatic acinar cells // Alcohol. 2006. Vol. 38. P. 51–57.
Huang W, Booth D., Cane M. et al. Fatty acid ethyl ester synthase inhibition ameliorates ethanolinduced Ca21-dependent mitochondrial dysfunction and acute pancreatitis // Gut. 2014. Vol. 63. P. 1313–1324.
Hurley J. Catalytic mechanism of NADP + -dependent isocitrate dehydrogenase: implications from the structures of magnesium-isocitrate and NADP+ complexes // Biochemistry.1991. Vol. 30. N 35. P. 8671–8678.
Kumar P., Nagarajan A., Uchil P. Analysis of Cell Viability by the Lactate Dehydrogenase Assay // Cold Spring Harbor Protocols. 2018. Vol. 6. P. 465–468.
Lam P., Cosen Binker L., Lugea A. et al. Alcohol Redirects CCK-Mediated Apical Exocytosis tothe Acinar Basolateral Membrane in Alcoholic Pancreatitis // Traffic. 2007. Vol. 8. N 5. P. 605–617.
Laposata E., Lange L. Presence of nonoxidative ethanol metabolism in human organs commonly damaged by ethanol abuse // Science. 1986. Vol. 231. P. 497–499.
Manko B.O., Manko V.V. Mechanisms of respiration intensification of rat pancreatic acini upon carbachol-induced Ca2+ release // Acta Physiol (Oxf). 2013. Vol. 208. N 4. P. 387–399.
Manko B.O., Bilonoha O.O, Manko V.V. Adaptive respiratory response of rat pancreatic acinar cells to mitochondrial membrane depolarization // Ukr. Biochem. J. 2019. Vol. 91. N 3. P. 34–45.
Manko B. O., Bilonoha O. O, Voloshyn D. M. et al. Pyruvate and Glutamine Define the Effects of Cholecystokinin and Ethanol on Mitochondrial Oxidation, Necrosis, and Morphology of Rat Pancreatic Acini // Pancreas. 2021. Vol. 50. N 7. P. 972–981.
Pandol S., Periskic S., Gukovsky I. et al. Ethanol diet increases the sensitivity of rats to pancreatitis induced by cholecystokinin octapeptide // Gastroenterol. 1999. Vol. 117. P. 706–716.
Ponnappa B. C, Hoek J. B, Waring A. J., Rubin E. Effect of ethanol on amylase secretion and cellular calcium homeostasis in pancreatic acini from normal and ethanol-fed rats // Biochem. Pharmacol. 1987. Vol. 36. N 1. P. 69–79.
Samad A., James A., Wong J. et al. Insulin protects pancreatic acinar cells from palmitoleic acid-induced cellular injury // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289. P. 23582–23595.
Shalbueva N., Mareninova O., Gerloff A. et al. Effects of oxidative alcohol metabolism on the mitochondrial permeability transition pore and necrosis in a mouse model of alcoholic pancreatitis // Gastroenterol. 2013. Vol. 44. N 2. P. 437–446.
Stanley C., Perham R. Purifi cation of 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes from ox heart by a new method // Biochem. J. 1980. Vol. 191. N 1. P. 147–154.
Sun R., Koong A., Giaccia A., Denko N. Measuring the Impact of Microenvironmental Conditions on Mitochondrial Dehydrogenase Activity in Cultured Cells // Adv. Exp. Med. Biol. 2016. Vol. 899. P. 113–120.
DOI: http://dx.doi.org/10.30970/vlubs.2024.92.11
Посилання
- Поки немає зовнішніх посилань.
