БАЗА СЕКВЕНОВАНИХ ГЕНОМІВ РІЗНИХ ШТАМІВ STREPTOMES ALBUS J1074 ТА ЇЇ ВИКОРИСТАННЯ

B. Dolya, T. Busche, T. S. Jørgensen, K. Ochi, T. Gren, T. Weber, J. Kalinowski, A. Luzhetskyy, B. Ostash

Анотація


Streptomyces albus J1074 – модельний об’єкт-шасі для дослідження різних аспектів біології актинобактерій, який, хоч і з’явився відносно недавно, широко застосовують і для дослідження наявних, і для відкриття нових природних сполук. Створено велику кількість генетичних знарядь, покликаних полегшити використання штаму для названих потреб. Одним із перспективних підходів є введення в геном J1074 мутацій, які покращили би його здатність продукувати антибіотики. Зокрема, нами попередньо описано колекцію спонтанних і генно-інженерних мутантів J1074, які містять мутації в генах рибосомного білка S12, бета-субодиниці РНК-полімерази тощо. На основі цієї колекції ми створили власну базу даних, яка містить первинні та куровані дані геномних послідовностей спонтанних і генетично сконструйованих мутантів J1074. База даних доступна за адресою https://biotools.online/media/. Основні переваги бази даних полягають у відомому родоводі штамів, що дає змогу поглиблено аналізувати й інтерпретувати отримані дані. Наприклад, ведуться жваві та досі не завершені дискусії щодо походження і впливу ГЦ складу в актинобактерій. Краще розуміння цього питання покращить наші знання про еволюцію геномів у бактерій, а також, як наслідок, матиме низку практичних застосувань у біотехнології. Ми використали наш набір даних Streptomyces albus J1074 як експериментальну модель для виявлення загальногеномного спектру мутацій, котрі, як бачимо, зміщені у бік підвищеного ГЦ вмісту. Для порівняння ми включили до нашої бази і високоякісні геноми інших стрептоміцетів. ГЦ відсоток у геномах стрептоміцетів коливається від 75 % до 66,5 %, зі середнім значенням 72 %. Вміст ГЦ у генах вторинного метаболізму S. coelicolor менш мінливий порівняно з генами первинного метаболізму, що може свідчити про різний тиск добору на ці групи генів. Поряд зі селективними обмеженнями, особливості системи репарації ДНК у Streptomyces можуть сприяти зміщенню ГЦ вмісту в їхніх геномах. Подальше використання бази даних може забезпечити розвиток більш точних знань про швидкість появи мутацій, а також про популяційні генетичні процеси у межах цього виду та роду загалом.

Ключові слова


Streptomyces albus; секвенування геному; спектр мутацій

Повний текст:

PDF (English)

Посилання


Barka E., Vatsa P., Sanchez L. et al. Taxonomy, physiology, and natural products of Actinobacteria // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2015. Vol. 80. P. 1-43. doi.org/10.1128/MMBR.00019-15. https://doi.org/10.1128/MMBR.00019-15

Hershberg R., Petrov D. Evidence that mutation is universally biased towards AT in bacteria // PLoS Genet. 2010. Vol. 6(9). P. e1001115. doi.org/10.1371/journal.pgen.1001115. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1001115

Segata N., Börnigen D., Morgan X., Huttenhower C. PhyloPhlAn is a new method for improved phylogenetic and taxonomic placement of microbes // Nat. Commun. 2013. Vol. 4. P. 2304. doi.org/10.1038/ncomms3304. https://doi.org/10.1038/ncomms3304

Hug L., Baker B., Anantharaman K., et al. A new view of the tree of life // Nat. Microbiol. 2016. Vol. 1. P. 16048. doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.48. https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.48

Aslam S., Lan X., Zhang B. et al. Aerobic prokaryotes do not have higher GC contents than anaerobic prokaryotes, but obligate aerobic prokaryotes have // BMC Evol. Biol. 2019. Vol. 19. P. 35. doi.org/10.1186/s12862-019-1365-8. https://doi.org/10.1186/s12862-019-1365-8

Vetsigian K., Goldenfeld N. Genome rhetoric and the emergence of compositional bias // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2009. Vol. 106. P. 215-220. doi.org/10.1073/pnas.0810122106. https://doi.org/10.1073/pnas.0810122106

Rokytskyy I., Kulaha S., Mutenko H. et al. Peculiarities of codon context and substitution within streptomycete genomes // Visn. Lviv Univ. Ser. Biol. 2017. Vol. 75. P. 66-74. dx.doi.org/10.30970/vlubs.2017.75.07. https://doi.org/10.30970/vlubs.2017.75.07

Good B., McDonald M., Barrick J. et al. The dynamics of molecular evolution over 60,000 generations // Nature. 2017. Vol. 551. P. 45-50. doi.org/10.1038/nature24287. https://doi.org/10.1038/nature24287

Lenski R. Experimental evolution and the dynamics of adaptation and genome evolution in microbial populations // ISME J. 2017. Vol. 11. P. 2181-2194. doi.org/10.1038/ismej.2017.69. https://doi.org/10.1038/ismej.2017.69

Kucukyildirim S., Long H., Sung W. et al. The rate and spectrum of spontaneous mutations in Mycobacterium smegmatis, a bacterium naturally devoid of the postreplicative mismatch repair pathway // G3 Genes|Genomes|Genetics. 2016. Vol. 6. P. 2157-2163. doi.org/10.1534/g3.116.030130. https://doi.org/10.1534/g3.116.030130

Dillon M., Sung W., Lynch M., Cooper V. The Rate and molecular spectrum of spontaneous mutations in the GC-rich multichromosome genome of Burkholderia cenocepacia // Genetics. 2015. Vol. 200. P. 935-946. doi.org/10.1534/genetics.115.176834. https://doi.org/10.1534/genetics.115.176834

Castañeda-García A., Prieto A., Rodríguez-Beltrán J. et al. A non-canonical mismatch repair pathway in prokaryotes // Nat. Commun. 2017. Vol. 8. P. 14246. doi.org/10.1038/ncomms14246. https://doi.org/10.1038/ncomms14246

Bilyk B., Luzhetskyy A. Unusual site-specific DNA integration into the highly active pseudo-attB of the Streptomyces albus J1074 genome // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. Vol. 98. P. 5095-104. doi: 10.1007/s00253-014-5605-y. https://doi.org/10.1007/s00253-014-5605-y

Shima J., Hesketh A., Okamoto S. et al. Induction of actinorhodin production by rpsL (encoding ribosomal protein S12) mutations that confer streptomycin resistance in Streptomyces lividans and Streptomyces coelicolor A3(2) // J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. P. 7276-7284. doi.org/10.1128/jb.178.24.7276-7284.1996. https://doi.org/10.1128/jb.178.24.7276-7284.1996

Lopatniuk M., Myronovskyi M., Nottebrock A. et al. Effect of «ribosome engineering» on the transcription level and production of S. albus indigenous secondary metabolites // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019. Vol. 103. P. 7097-7110. doi.org/10.1007/s00253-019-10005-y. https://doi.org/10.1007/s00253-019-10005-y

Kieser T., Bibb M., Buttner M. et al. Practical Streptomyces genetics. Norwich: John Innes Foundation. 2000. 634 p.

Bekiesch P., Zehl M., Domingo-Contreras E., Martín J. et al. Viennamycins: lipopeptides produced by a Streptomyces sp. // J. Nat. Prod. 2020. Vol. 83. P. 2381-2389. doi.org/10.1021/acs.jnatprod.0c00152. https://doi.org/10.1021/acs.jnatprod.0c00152

Andrews S. FastQC: a quality control tool for high throughput sequence data / 2010. Available online at: http://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc.

Bolger A., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data // Bioinformatics. 2014. Vol. 30. P. 2114-2120. doi.org/10.1093/bioinformatics/btu170. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu170

Langmead B., Salzberg S. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2 // Nat. Methods. 2012. Vol. 9. P. 357-359. doi.org/10.1038/nmeth.1923. https://doi.org/10.1038/nmeth.1923

Hilker R., Stadermann K., Doppmeier D. et al. ReadXplorer-visualization and analysis of mapped sequences // Bioinformatics. 2014. Vol. 30. P. 2247-2254. doi.org/10.1093/bioinformatics/btu205. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu205

Kuzniar A., van Ham R.C., Pongor S., Leunissen J. A. The quest for orthologs: finding the corresponding gene across genomes // Trends Genet. 2008. Vol. 24. P. 539-551. doi.org/10.1016/j.tig.2008.08.009. https://doi.org/10.1016/j.tig.2008.08.009

Schroeder M. P. muts-needle-plot: Mutations Needle Plot v0.8.0 / 2015. Available from: doi.org/10.5281/zenodo.14561.

Jeong Y., Kim J. N., Kim M. W. et al. The dynamic transcriptional and translational landscape of the model antibiotic producer Streptomyces coelicolor A3(2) // Nat. Commun. 2016. Vol. 7. P. 11605. doi.org/10.1038/ncomms11605. https://doi.org/10.1038/ncomms11605

Almpanis A., Swain M., Gatherer D., McEwan N. Correlation between bacterial G+C content, genome size and the G+C content of associated plasmids and bacteriophages // Microb. Genom. 2018. Vol. 4. P. e000168. doi.org/10.1099/mgen.0.000168. https://doi.org/10.1099/mgen.0.000168

Takemoto N., Numata I., Su'etsugu M., Miyoshi-Akiyama T. Bacterial EndoMS/NucS acts as a clamp-mediated mismatch endonuclease to prevent asymmetric accumulation of replication errors // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46. P. 6152-6165. doi.org/10.1093/nar/gky481. https://doi.org/10.1093/nar/gky481




DOI: http://dx.doi.org/10.30970/vlubs.2021.85.03

Посилання

  • Поки немає зовнішніх посилань.


Bookmark and Share