МОТОРНІ КЛІТИНИ ЛИСТКІВ CAREX HIRTA ЗА УМОВ РОСТУ НА НАФТОЗАБРУДНЕНОМУ ҐРУНТІ

L. Bunio, O. Tsvilynyuk


DOI: http://dx.doi.org/10.30970/VLUBS.2025.95.03

Анотація


На сьогодні є мало даних про те, як рослини родини Cyperaceae пристосовуються до росту на нафтозабруднених ґрунтах завдяки змінам в анатомічній структурі листків. С. hirta є стійким серед осокових видом до нафтового забруднення ґрунтів у м. Борислав. Тут з ХVIII ст. і до сьогодні ведеться нафтовидобуток. Цей вид рослин є фіторемедіантом. Він успішно знижує вміст нафтопродуктів у глинистих ґрунтах, які сильно адсорбують гідрофобні органічні складові нафти. Рослини, які ростуть на нафтозабрудненому ґрунті, страждають, у першу чергу, від посухи. Ендогенні програми стійкості рослин модифікуються таким чином, щоби структурні та метаболічні зміни допомогли подолати несприятливі умови навколишнього середовища. Однією з основних структурних змін у відповідь на стрес є зміни у листках C. hirta. У листках рослин осоки шорстковолосистої на адаксіальній поверхні містяться спеціалізовані моторні або водоносні клітини – bulliform cells (BCs). BCs забезпечують більш ефективне скручування/складання листків шляхом втрати їхнього тургору за умов водного стресу, що призводить до зменшення площі інсоляції. За росту на нафтозабрудненому ґрунті, який має гідрофобні властивості, утворювалася більша кількість BCs (10–12, а у контролі 6–8 клітин), які впливають на кут розкривання листкової пластинки і, відповідно, на інтенсивність транспірації рослин осоки. Проте у вказаних стресових умовах зменшувалися висота і площа поверхні BCs, а також змінювалася їхня форма з овальної на грушоподібну. Також у цих стресових умовах утворювалася товстіша кутикула як на епідермальних (у 2,7 раза), так і на моторних (у 2 рази) клітинах листків рослин C. hirta. Збільшення кількості моторних клітин, товстіша кутикула сприяли збереженню води у рослині за умов утрудненого водопоглинання з нафтозабрудненого ґрунту. Це дослідження розширює сучасне розуміння стратегій, які використовують рослини у боротьбі зі стресом завдяки анатомічній пластичності структурних елементів листків.

Ключові слова


моторні клітини, кутикула, Carex hirta, стрес, нафтозабруднений ґрунт

Повний текст:

PDF

Посилання


1. Буньо Л. В., Цвілинюк О. М., Терек О. І. Зміна морфогенезу підземних органів рослин Сarex hirta L. за умов росту на нафтозабруднениному ґрунті // Біологічні студії/ Studia Biologica. 2017. Т. 11. № 3–4. С. 51–52.

2. Футорна О. А., Ольшанський І. Г. Мікроморфологічна характеристика галофіта Juncus gerardii Loisel. subsp. gerardii (Juncaceae) // Modern Phytomorphology. 2013. № 4. С. 341–348.

3. Цайтлер М. Й. Рекультивація фітоценозів техногенних екосистем м. Борислава // Стан, проблеми та перспективи нафтогазової промисловості України: матеріали міжнар. наук. практ. конф. (Борислав, 7–9 вересня 2012 р.). Львів: Вид во «Львівської політехніки», 2012. С. 85. https://ena.lpnu.ua/handle/ntb/15368

4. Цвілинюк О. М., Буньо Л. В., Карпин О. Л., Терек О. І. Мікориза у Carex hirta L. як одна із умов виживання у нафтозабрудненому ґрунті // Вісн. Львів. ун ту. Сер. біол. 2012. Вип. 60. С. 320–326.

5. Цвілинюк О. М., Буньо Л. В., Карпин О. Л., Пенцак А. Я. Фіторемедіація нафтозабруд нених ґрунтів за допомогою рослин Carex hirta L. // Строительство, материаловедение, машиностроение. 2017. Вып. 99. С. 187–193.

6. Abdullah H. M., Rodriguez J., Salacup J. M. et al. Increased cuticle waxes by overexpression of WSD1 improves osmotic stress tolerance in Arabidopsis thaliana and Camelina sativa // J. Mol. Sci. 2021. Vol. 22.
https://doi.org/10.3390/ijms22105173

7. Amran R. Н., Jamal M. Т., Pugazhendi А. et al. Biodegradation and Bioremediation of Petro leum Hydrocarbons in Marine Ecosystems by Microorganisms: A Review // Nat. Environ. Pollut. Technol. 2022. Vol. 21. N 3. Р. 1149-1157.
https://doi.org/10.46488/NEPT.2022.v21i03.019

8. Ayaz A., Huang H., Zheng M. et al. Molecular cloning and functional analysis of GmLACS2 3 reveals its involvement in cutin and suberin biosynthesis along with abiotic stress tolerance // J. Mol. Sci. 2021. Vol. 22.
https://doi.org/10.3390/ijms22179175

9. Badgal P., Chowdhary P., Bhat M. A., Soodan A. S. Phytolith profile of Acrachne racemosa (B. Heyne ex Roem. & Schult.) Ohwi (Cynodonteae, Chloridoideae, Poaceae) // PLoS One. 2022. Vol. 17. N 2.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0263721

10. Chen І., Li К.-Т., Tsang С.-Н. Silicified bulliform cells of Poaceae: morphological charac teristics that distinguish subfamilies // Botanical Studies. 2020. Vol. 61. N 1.
https://doi.org/10.1186/s40529-020-0282-x

11. Drábková L., Kirschner J. Juncus uruguensis - a member of the section Juncotypus (Juncaceae, Juncus subg. Agathryon) // Nord. J. Bot. 2008. Vol. 22. N 6.
https://doi.org/10.1111/j.1756-1051.2002.tb01929.x

12. Fich E. A., Fisher J., Zamir D., Rose J. K. C. Transpiration from tomato fruit occurs primarily via trichome associated transcuticular polar pores // Plant Physiol. 2020. Vol. 184. N 4. Р. 1840-1852.
https://doi.org/10.1104/pp.20.01105

13. Grigore M. N., Toma C. Anatomical adaptations of halophytes; A review of classic literature and recent findings. Cham, Switzerland: Springer, 2017. Р. 325-338.
https://doi.org/10.1007/978-3-319-66480-4_8

14. Guo W., Wu Q., Yang L. et. al. Ectopic expression of CsKCS6 from navel orange promotes the production of very long chain fatty acids (VLCFAs) and increases the abiotic stress tolerance of Arabidopsis thaliana // Front. Plant Sci. 2020. Vol. 11.
https://doi.org/10.3389/fpls.2020.564656

15. Jasmine J., Mukherji S. Impact of bioremediation strategies on slurry phasetreatment of aged oily sludge from a refinery // J. Environ. Manage. 2019. Vol. 246. Р. 625-635.
https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2019.06.029

16. Jumkudling S., Songsri P., Taratima W., Jongrungklang N. Diversity and Distribution of Anatomical Characteristics Involved with Drought Resistance of Inter Specific (Saccharum spp. Hybrid × S. spontaneum) Sugarcane F1 Hybrid Population // Sugar Tech. 2022. Vol. 24. N 5. Р. 1342-1356.
https://doi.org/10.1007/s12355-021-01067-2

17. Li L., Du Y., He C. et. al. Maize glossy6 is involved in cuticular wax deposition and drought tolerance // J. Exp. Bot. 2019. Vol. 70. Р. 3089-3099.
https://doi.org/10.1093/jxb/erz131

18. Liu L., Wang X., Chang C. Toward a smart skin: Harnessing cuticle biosynthesis for crop adaptation to drought, salinity, temperature, and ultraviolet stress // Front. Plant Sci. 2022. Vol. 13.
https://doi.org/10.3389/fpls.2022.961829

19. Lokesh U., Venkatesh B., Kiranmai K. et al. Overexpression of β Ketoacyl Co A Synthase 1 gene improves tolerance of drought susceptible groundnut (Arachis hypogaea L.) cultivar K 6 by increased leaf epicuticular wax accumulation // Front. Plant Sci. 2019. Vol. 9.
https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01869

20. Lu Y., Cheng X., Jia M. et al. Silencing GhFAR3.1 reduces wax accumulation in cotton leaves and leads to increased susceptibility to drought stress // Plant Direct. 2021. Vol. 5.
https://doi.org/10.1002/pld3.313

21. Mader А., Langer М., Knippers J., Speck О. Learning from plant movements triggered by bulliform cells: the biomimetic cellular actuator // J. R. Soc. Interface. 2020. Vol. 17. N 169.
https://doi.org/10.1098/rsif.2020.0358

22. Matschi S., Vasquez M. F., Bourgault R. et al. Structure‐function analysis of the maize bulliform cell cuticle and its potential role in dehydration and leaf rolling // Plant Direct. 2020. Vol. 4. N 10.
https://doi.org/10.1002/pld3.282

23. Molina A., Acedo C., Llamas F. The relationship between water availability and anatomical characters in Carex hirta // Aquatic Botany. 2006. Vol. 85. Р. 257-262.
https://doi.org/10.1016/j.aquabot.2006.04.003

24. Nedukha O. M. Effects of moderate drought on leaf bulliform cells of aquatic and coastal population of Phragmites australis // Turk. J. Bot. 2022. Vol. 46. Р. 459-472.
https://doi.org/10.55730/1300-008X.2722

25. Partovinia A., Soorki А.А., Koosha М. Synergistic adsorption and biodegradation of heavy crude oil by a novel hybrid matrix containing immobilized Bacillus licheniformis: Aqueous phase and soil bioremediation // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2021. Vol. 222.
https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2021.112505

26. Qiao P., Lin M., Vasquez M. et al. Machine Learning Enables High Throughput Phenotyping for Analyses of the Genetic Architecture of Bulliform Cell Patterning in Maize // G3 (Bethesda). 2019. Vol. 9. N 12. Р. 4235-4243.
https://doi.org/10.1534/g3.119.400757

27. Reynoud N., Petit J., Bres C. et al. The Complex Architecture of Plant Cuticles and Its Relation to Multiple Biological Functions // Front. Plant Sci. 2021. Vol. 12.
https://doi.org/10.3389/fpls.2021.782773

28. Roodt D. Bringing on the bulliform cells: a complex transcriptional regulatory module keeps rice leaves flat // Plant Physiology. 2021. Vol. 185. N 4. Р. 1476-1478.
https://doi.org/10.1093/plphys/kiab037

29. Singh S., Singh T. N., Chauhan J. S. Living with limited water, part II: Dynamics of leaf rolling, leaf water homeostasis and water economy by hybrid rice // J. Crop Improv. 2011. Vol. 25. N 4. Р. 435-457.
https://doi.org/10.1080/15427528.2011.583559

30. Slot M., Nardwattanawong T., Hernández G. G. et al. Large differences in leaf cuticle conductance and its temperature response among 24 tropical tree species from across a rainfall gradient // New Phytologist. 2021. Vol. 232. N 4. Р. 1618-1631.
https://doi.org/10.1111/nph.17626

31. Sun J., Cui X., Teng S. et al. HD ZIP IV gene Roc8 regulates the size of bulliform cells and lignin content in rice // Plant Biotechnol. J. 2020. Vol. 18. N 12. Р. 2559-2572.
https://doi.org/10.1111/pbi.13435

32. Tüzün C.Y., Toker M. C., Toker G. Anatomical investigations on root, stem, and leaf of Gentiana olivieri Griseb // Pharmacognosy Magazine. 2011. Vol. 7. N 25. Р. 9-13.
https://doi.org/10.4103/0973-1296.75877

33. Vráblová M., Marková D., Vrábl D. et al. Surface plasmon resonance: An innovative method for studying water permeability of plant cuticles // Plant Science. 2021. Vol. 310.
https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2021.110978

34. Wang C., Lu H., Zhang J. et al. Bulliform Phytolith Size of Rice and Its Correlation With Hydrothermal Environment: A Preliminary Morphological Study on Species in Southern China // Front. Plant Sci. 2019. Vol. 10.
https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01037

35. Wu H., Fan Y., Yu F. et al. Leaf Anatomical Plasticity of Phyllostachys glauca McClure in Limestone Mountains Was Associated with Both Soil Water and Soil Nutrients // Forests. 2022. Vol. 13.
https://doi.org/10.3390/f13040493

36. Xu P. Z., Ali A., Han B. L., Wu X. J. Current advances in molecular basis and mechanisms regulating leaf morphology in rice // Front. Plant Sci. 2018. Vol. 9.
https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01528

37. Yang H., Wang T., Yu X. et al. Enhanced sugar accumulation and regulated plant hormone signalling genes contribute to cold tolerance in hypoploid Saccharum spontaneum // BMC Genomics. 2020. Vol. 21.
https://doi.org/10.1186/s12864-020-06917-z

38. Yang X., Lu M., Wang Y. et al. Response Mechanism of Plants to Drought Stress // Horticul turae. 2021. Vol. 7.
https://doi.org/10.3390/horticulturae7030050

39. Yavas I., Jamal M. A., Din K. U. et al. Drought Induced Changes in Leaf Morphology and Anatomy: Overview, Implications and Perspectives // Pol. J. Environ. Stud. 2023. Vol. 33. N 2. Р. 1517–1530.
https://doi.org/10.15244/pjoes/174476

40. Yeung E. C. A beginner’s guide to the study of plant structure. In: Tested studies for laboratory teaching. 1998. Vol. 19. Р. 125–141. Ed. S. J. Karcher. Proceedings of the 19th Workshop/ Conference of the Association for Biology Laboratory Education (ABLE). 365 p.

41. Zhang C. L., Hu X., Zhang Y. L. et al. An apple long chain acyl CoA synthetase 2 gene enhances plant resistance to abiotic stress by regulating the accumulation of cuticular wax // Tree Physiol. 2020. Vol. 40. Р. 1450–1465.
https://doi.org/10.1093/treephys/tpaa079


Посилання

  • Поки немає зовнішніх посилань.


Bookmark and Share